苦荞花期植株中总黄酮浸提条件的研究

摘要：以常规粉碎和超微粉碎的苦荞（Fagopyrum esculentum Moench）花期植株粉末作为原料，研究不同浸提溶剂和辅助提取方法对总黄酮浸提得率的影响。结果表明，超微粉碎、超声波提取和甲醇浸提能显著提高苦荞花期植株中总黄酮的浸提得率。提取的最佳条件为浸提温度50 ℃，提取时间3 min，固液比1∶30（m∶V），总黄酮浸提得率为5.91%。

关键词：苦荞（Fagopyrum esculentum Moench）；花期植株；总黄酮；浸提条件

中图分类号： S517；Q819 文献标识码：A 文章编号：0439-8114（2014）15-3613-04

Extraction Conditions of Flavonoids in the Florescence of

Fagopyrum esculentum Moench Plants

JIAO Yu

（Shool of Applied and Chemical Engineering， Xichang College， Xichang 615013， Sichuan， China）

Abstract： Using the florescence plants powder of Fagopyrum esculentum Moench treated with the conventional comminution and the ultrafine comminution as materials， the effects of the different solvents and methods on the yield of total flavonoids in power of Fagopyrum esculentum Moench were studied. The results showed that ultrafine grinding， ultrasonic extraction and methanol extraction could significantly improve the yield of total flavonoids of Fagopyrum esculentum Moench florescence plants. The optimal conditions were extraction temperature 50 ℃， extraction time of 3 min， solid-liquid ratio 1∶30（m∶V）， with the highest yield of 5.91%.

Key words：Fagopyrum esculentum Moench；florescence plants；total flavonoids；extraction conditions

收稿日期：2014-05-15

基金项目：四川省教育厅自然科学重点课题项目（13ZA0154；13ZA0157）

作者简介：焦 钰（1986-），女，四川会理人，助教，硕士，主要从事材料科学、化学与环境科学研究，（电话）18280602233（电子信箱）

285577623@qq.com。

苦荞（Fagopyrum esculentum Moench）为蓼科双子叶药食兼用植物，主要分布在我国西南地区的四川、云南、贵州等地[1]，凉山也是苦荞的重要产地之一。苦荞不仅营养丰富，还含有大量的黄酮类化合物（Flavonoids）[2-4]。黄酮类化合物是一类具有较强生物活性的物质，具有多种药理及保健作用[5-13]，如抗病毒、抗肿瘤、抗氧化、抗糖尿病、清除自由基等作用。苦荞的叶、茎、花和子粒均具有开发价值，目前有关苦荞中黄酮类化合物提取的研究多以苦荞子粒和壳为原料[14，15]，苦荞植株常作为燃料或被丢弃，然而苦荞花期植株是整个生长阶段总黄酮含量最高的时期，且单位面积苦荞花期植株产量远高于苦荞，若能从中提取黄酮类化合物，不但可以利用资源，改变黄酮来源短缺的问题，降低苦荞种植成本和黄酮原料成本，也可进一步提高苦荞的价值[16]。本试验以苦荞花期植株原料提取总黄酮，为充分利用苦荞资源，开发其潜在经济价值提供理论依据。

1 材料与方法

1.1 试验材料

苦荞花期植株，采自西昌市大箐乡幸福村一组。

1.2 试剂与仪器

无水乙醇95%（AR级）、甲醇（AR级）、三氯化铝溶液（AR级）、乙酸钾溶液（AR级）、芦丁标液，由凉山州质量技术监督局提供；苯、乙醚、氯仿、石油醚均为分析纯。

DGG-9420A型电热鼓风干燥箱（上海齐欣科学仪器有限公司）、WK-150型粉碎机、ESJ200-4型电子天平（上海良平仪器仪表有限公司）、722G型可见分光光度计（上海第三分析仪器厂）、YHW-SYH-K型电热恒温水浴锅（北京市长风仪器仪表公司）、ZKJ-1型循环水真空泵（上海嘉鹏科技有限公司）、FW-400A型倾斜式高速万能粉碎机（北京中兴伟业仪器有限公司）、UP2200H型超声波清洗器（南京莱步科技实业有限公司）。

1.3 试验方法

1.3.1 标准曲线的绘制 用移液管分别吸取0.060 8 mg/mL芦丁标液0.25、0.50、1.00、2.00、3.00、4.00 mL，分别置于10 mL 容量瓶中，加入2 mL 0.1 mol/L三氯化铝、3 mL 1 mol/L乙酸钾，用体积比为7∶3的甲醇-水溶液定容至刻度，摇匀，室温下放置30 min，以空白为对照。标准曲线中芦丁质量浓度分别为0.001 52、0.003 04、0.006 08、0.012 16、0.018 24、0.024 32 mg/mL。在波长420 nm处测定溶液吸光度。以吸光度为纵坐标，芦丁质量浓度为横坐标绘制标准曲线。

1.3.2 苦荞花期植株溶液的制备 将收割后的苦荞花期植株清洗后，均匀地放在电热鼓风干燥箱中，95～105 ℃充分干燥4～6 h后粉碎机粉碎，再取一半粉碎试样用超微粉碎机粉碎，装袋密封备用。

称取2.000 g试样，置于150 mL具塞三角瓶中，按固液比（m∶v）加入浸提溶剂，塞紧瓶塞，将三角瓶置于恒温水浴锅或超声波浸提，提取时间、温度按以下要求进行设定，趁热减压抽滤，清洗滤纸和残渣，合并滤液，冷却至室温用相应浸提溶剂定容于100 mL容量瓶中。准确吸取0.1 mL定容后溶液，置于10 mL容量瓶中，分别加入2 mL 0.1 mol/L三氯化铝、3 mL 1 mol/L乙酸钾，用相应浸提溶剂定容至刻度，摇匀，室温下放置30 min，即为待测液[17]。

1.3.3 总黄酮含量的测定 于波长420 nm处测定待测液吸光度值，将吸光度代入标准曲线方程计算出总黄酮的浓度[17]。苦荞花期植株总黄酮含量以芦丁的质量分数ω计，按以下公式计算。

ω=×100%

式中：C为由标准曲线计算得到的待测液总黄酮浓度，单位为mg/mL；V为待测液的体积，单位为 mL；D为试料的总稀释倍数；m为试料的质量，单位为g。

1.4 浸提条件的选择

1.4.1 浸提试剂的选择 称取常规粉碎试样、超微粉碎试样2 g各2份，置于4个150 mL容量瓶，分别以甲醇60 mL、乙醇60 mL为浸提溶剂，于50 ℃的恒温水浴锅内浸提5 min。

1.4.2 浸提方法的选择 称取超微粉碎试样2 g各2份，置于2个150 mL容量瓶，以甲醇为浸提液，固液比（m∶V，下同）1∶30，分别用超声波和水浴提取5 min，浸提温度为50 ℃。

1.4.3 温度对苦荞花期植株中总黄酮提取效果的影响 称取超微粉碎试样2 g各4份，置于4个150 mL容量瓶，以甲醇溶液浸提，固液比为1∶30，分别在30、40、50、60 ℃超声波浸提5 min。

1.4.4 固液比对苦荞花期植株中总黄酮提取效果的影响 称取超微粉碎试样2 g各5份，置于5个150 mL容量瓶，用甲醇溶液浸提，选取固液比为1∶10、1∶20、1∶30、1∶40、1∶50在超声温度50 ℃浸提5 min。

1.4.5 时间对苦荞花期植株中总黄酮提取效果的影响 称取超微粉碎试样2 g各5份，置于5个150 mL容量瓶，用甲醇溶液浸提，固液比为1∶30，在超声温度50 ℃分别浸提1、2、3、4、5 min。

1.4.6 苦荞花期植株中脂溶性色素对总黄酮浸提得率的影响 各取超微粉碎试样2 g，置于150 mL容量瓶，分别加入100 mL苯、乙醚、氯仿、石油醚超声波浸提1 h，浸提温度分别为60 ℃、50 ℃、40 ℃、常温，抽提后的滤渣置于95～105 ℃烘箱中干燥2～3 h，对照组（按NY/T 1295—2007）在65 ℃甲醇水溶液（7∶3）水浴浸提1 h，固液比为1∶30。

以上各试验均为3次重复，浸提后在波长420 nm处测定溶液吸光度，计算苦荞花期植株中总黄酮的含量。

2 结果与分析

2.1 标准曲线的绘制

以吸光度为纵坐标，芦丁质量浓度为横坐标绘制标准曲线，如图1所示。由图1可知，得到的方程为y=33.429x，R2=0.997 6。

2.2 粉碎方式和浸提溶剂对苦荞花期植株中总黄酮浸提得率的影响

由表1可知，采用常规粉碎或超微粉碎，甲醇浸提的苦荞花期植株中总黄酮浸提得率极显著高于乙醇；采用常规粉碎时，甲醇浸提的苦荞花期植株中总黄酮浸提得率比乙醇高2.99个百分点；采用超微粉碎时，甲醇的浸提得率比乙醇高2.35个百分点。以上结果表明，甲醇与乙醇相比，能明显提高苦荞花期植株中总黄酮的浸提得率，超微粉碎比常规粉碎能提高总黄酮的浸提得率。

效应分析结果表明，粉碎方式和浸提溶剂以及它们的交互方式对苦荞花期植株总黄酮浸提得率有极显著影响，其中浸提溶剂的影响远大于粉碎方式，故选取甲醇为最佳浸提溶剂。

2.3 粉碎方式和浸提条件对苦荞花期植株中总黄酮浸提得率的影响

从表2可以看出，在水浴浸提条件下，超微粉碎与常规粉碎苦荞花期植株中总黄酮浸提得率差异极显著，超微粉碎比常规粉碎高0.51个百分比；在超声波浸提下，不同粉碎方式对总黄酮得率平均值的影响差异不显著；在常规粉碎方式下，超声波浸提与水浴浸提苦荞花期植株中总黄酮浸提得率差异极显著，超声波浸提比水浴浸提高0.74个百分点，故选择超微粉碎、超声浸提为最佳浸提条件。

效应分析结果表明，粉碎方式和浸提条件对苦荞花期植株中总黄酮浸提得率有极显著影响，粉碎方式和浸提条件的交互作用对总黄酮浸提得率有显著影响，但浸提条件的影响大于粉碎方式和二者交互作用，故选择超微粉碎、超声波浸提为最佳浸提条件。

2.4 温度对苦荞花期植株中总黄酮浸提得率的影响

从表3可以看出，随着温度升高，苦荞花期植株中总黄酮浸提得率逐渐增大，50、60 ℃下总黄酮浸提得率平均值极显著高于30、40 ℃，但二者间差异不显著。可能是由于温度升高，扩散系数增加，促使提取速度加快[17]。但是当温度过高时，杂质大量溶出，会影响总黄酮含量的测定，且温度过高容易引起溶剂的损失，增加成本[18]。综合考虑，确定50 ℃为最佳试验条件。

2.5 固液比对苦荞花期植株中总黄酮浸提得率的影响

从表4可以看出，随着固液比的增大，苦荞花期植株中总黄酮浸提得率逐渐增大，固液比1∶30、1∶40、1∶50条件下苦荞花期植株中总黄酮浸提得率均与1∶10、1∶20条件下差异极显著，但三者之间差异不显著。其原因可能是当固液比达到1∶30时，对总黄酮的浸提已比较充分，之后即使再增大固液比，对总黄酮浸提的影响不大。综合考虑，选取固液比1∶30为最佳试验条件。

2.6 时间对苦荞花期植株总黄酮提取效果的影响

从表5可以看出，随着浸提时间的增加，苦荞花期植株中总黄酮浸提得率逐渐增大，浸提时间1 min与2 min、2 min与3 min条件下总黄酮浸提得率差异极显著，4、5 min条件下总黄酮得率平均值与3 min差异不显著。总黄酮浸提得率随着浸提时间的增加而有所提高，但在超声过程中不断产生热能，对黄酮类化合物活性成分造成损失[19]，另外从节约能源的角度考虑，选取3 min为最佳试验条件。

2.7 苦荞花期植株中脂溶性色素对总黄酮浸提得率的影响

由图2可知，采用不同浸提溶剂去除滤液中的脂溶性色数等杂质，苦荞花期植株中总黄酮浸提得率为5.74%～5.92%，且去除脂溶性色素后总黄酮得率的平均值比对照有所减少，说明脂溶性色素会影响总黄酮浸提得率。故测定总黄酮浸提得率前需去除待测液中脂溶性色素，以提高准确率。

3 结论

本试验结果表明，超声波辅助浸提、超微粉碎和甲醇浸提能显著提高苦荞花期植株中总黄酮的浸提得率。提取的最佳条件为浸提温度50 ℃，提取时间3 min，固液比1∶30，总黄酮浸提得率为5.91%。

选取常用有机溶剂苯、石油醚、氯仿、乙醚为浸提溶剂，去除植株中脂溶性色素后，所得的总黄酮浸提得率平均值小于对照，故在测定前需要去除脂溶性色素。但在实际生产中，考虑能耗、人工成本等因素，可以不去除脂溶性色素。

参考文献：

[1] 林如法.中国荞麦[M].北京：中国农业出版社，1994.

[2] 王 敏，魏益民，高锦明.荞麦油中脂肪酸和不皂化物的成分分析[J].营养学报，2004，26（1）：40-43.

[3] KIM S L， KIM S K， PARK C H. Introduction and nutritional evaluation of buckwheat sproutsas a new vegetable[J].Food Research International，2004，37：319-327.

[4] BONAFACCIA G， MAROCCHINI M， KREFT I. Composition and technological properties of the flour and bran from common and tartary buckwheat[J]. Food Chemistry，2003，80（1）：9-15.

[5] 陈晓莉，胡 毅.葛根提取物的体外抗瘤作用及流式细胞分析[J].河北医学，1995，1（6）：27-29.

[6] 谢冰芬，郝东磊.奈多酚对人鼻咽癌细胞株CNE2细胞DNA损伤和细胞周期的影响[J].中国药理学通报，1999，15（5）：424-427.

[7] 曹 竑，陈广仁，王爱国，等.沙棘黄酮类化合物及其生理功能探究[J].饮料工业，2003，6（6）：15-16.

[8] RICE-EVANS C A， MILLER N J， BOLWELL P G， et al. The relative antioxidant activities of plant-derived polyphenolic flavonoids[J]. Free Radic Res，1995，22（4）：375-383.

[9] PANDEY S K.Vanady sulfate-stimulated glycogen synthesis is associated with activation of phosphatidylinositol 3-kinase and is independent of insulin receptor tyrosine phosphory lation [J].Biochemistry，1998，37（19）：7006-7014.

[10] YU L Y， LI X R， FANG X. Inhibitory effect of total flavonoids from mulberry tree leaf on small intestine disacharidases in diabetic rats [J].Molecular ecology，2002，8（4）：313-315.

[11] 但建明，李文娟，洪成林，等.甘草渣中黄酮类化合物的提取工艺研究[J].石河子大学学报（自然科学版），2004，22（5）：427-429

[12] 俞灵莺，李向荣.植物黄酮类抗糖尿病及其并发症的研究进展[J].国外医学卫生学分册，2000，27（6）：333-334.

[13] 兰昌云，崇 松，范必威，等.超声波法提取槐花中黄酮的最佳工艺研究[J].中国药理学通报，2005（17）：54-55.

[14] 欧阳平，张高勇，康保安.苦荞麦黄酮类化合物提取的工艺参数优化及数学模型研究[J].食品科学，2005，26（1）：107-111.

[15] 林汝法，周小理，任贵兴，等.中国荞麦的生产与贸易、营养与食品[J].食品科学，2005，26（1）：259-263.

[16] 王红育，李 颖.荞麦的研究现状及应用前景[J].食品科学，2004，25（10）：388-391.

[17] NY/T 1295—2007，荞麦及其制品中总黄酮含量的测定[S].

[18] 杨普香，黎小萍.桂花中黄酮类化合物的测定方法研究[J].食品科学，2001，22（10）：81-82.

[19] 王立娟.微波辅助提取山楂叶总黄酮的研究[J].林产化学与工业，2006，26（3）：131-134.